新買或惠贈的細胞

1.新買的或惠贈的細胞如何處理？

不管買的細胞、惠贈的細胞，剛拿到手應趕緊做這幾件事：檢測瓶子是否破裂；培養基是否漏出，是否渾濁；是否有支原體污染；迅速擴增凍存。

2.能否使用與原先培養條件不同的培養基？

不能。每一細胞株均有其特定使用且已適應的細胞培養基，若驟然使用和原先提供培養條件不同的培養基，細胞大都無法立即適應，造成細胞無法存活。

3.購買的細胞死亡或存活率不佳可能原因？

常見原因可能有：培養基使用錯誤或培養基品質不佳；血清使用錯誤或血清的品質不佳；解凍過程錯誤；冷凍細胞解凍后，加以洗滌細胞和離心；懸浮細胞誤認為死細胞；培養溫度使用錯誤；培養箱氣體濃度達不到要求；細胞置于 –80 ℃ 太久。

復蘇凍存的細胞

4.收到的冷凍管瓶身破裂，瓶蓋有裂紋，或瓶蓋脫落的原因？

冷凍管瓶蓋裂紋，或瓶身破裂，可能是因為操作者夾取冷凍管時用力不當，造成冷凍管裂損，建議使用止血鉗小心夾取。另冷凍管瓶蓋松動或松脫，是因熱脹冷縮的物理現象，冷凍管有可能因此而造成細胞污染，故冷凍管于放入和取出液氮桶時，均應立刻將冷凍管再一次扭緊。

5.冷凍管應如何解凍？

將冷凍管由液氮桶中取出解凍時，必須注意安全，可佩戴防護眼鏡和手套預防冷凍管的爆裂。取出冷凍管后，須立即放入 37 ℃ 水浴環境中快速解凍，輕搖冷凍管使其在 1 分鐘內全部融化，避免由于緩慢融化使水分滲入細胞內形成胞內再結晶對細胞造成損害。并注意水面不可超過冷凍管蓋沿，否則易發生污染情形。

6.細胞冷凍管解凍培養時，是否應馬上去除 DMSO？

現在大多數實驗室會在解凍細胞后加培養液將DMSO除去，但也有研究者認為除少數特別注明對 DMSO 敏感的細胞外，絕大部分細胞株（包括懸浮性細胞），在解凍之后，可直接放入含有 10~15 ml 新鮮培養基的培養角瓶中，待隔天再置換新鮮培養基以去除 DMSO 即可，如此可避免大部分解凍后細胞無法生長或貼附的問題。

細胞培養用液

7.如何正確選擇培養基種類？

引用幾款比較經典的培養基舉例：

8.如何選用特殊細胞系培養基？

培養某一類型細胞沒有固定的培養條件。在 MEM 中培養的細胞，很可能在 DMEM 或 M199 中同樣很容易生長。總之，MEM 做粘附細胞培養，RPMI-1640 做懸浮細胞培養是一個好的開始。

9.什么培養基中可以省去加酚紅？

酚紅在培養基中被用來作為 PH 值的指示劑：中性時為紅色，酸性時為黃色，堿性時為紫色。研究表明，酚紅可以模擬固醇類激素的作用（特別是雌激素）。為避免固醇類反應，培養細胞，尤其是哺乳類細胞時，用不加酚紅的培養基。由于酚紅干擾檢測，一些研究人員在做流式細胞檢測時，不使用加有酚紅的培養基。

10.細胞培養基的配制和儲存應該注意什么？

細胞培養基配好后，要先抽取少許放入培養瓶內在37℃培養箱內放置24~48h，已檢測培養液是否有污染，然后方可用于實驗。配置培養基所需的血清要合格并且保持穩定。一個批號試用效果良好后，就可一次購入較多同一批號的血清，這樣實驗條件穩定，配液時調整pH值較容易。每次配液量以使用兩周左右的量為宜，一次配液不要太多，一是短期內用不完造成營養成分損失需要補充，二是量大易造成污染。

11.為何培養基保存于 4 ℃ 冰箱中，顏色會偏紫色？

培養基保存于 4 ℃ 冰箱中，培養基內的 CO2 會逐漸溢出，造成培養基越來越偏堿性，而培養基中的酸堿指示劑 （通常為 phenol red） 的顏色也會隨堿性增加而更偏紫色。培養基偏堿的結果， 將造成細胞生長停滯或死亡。若培養基偏堿時，可以通入無菌過濾 CO2，以調整 pH 值。

12.什么情況下用到無血清培養基？

對于應用培養細胞進行分離制備細胞生長因子、單克隆抗體等應該選擇無血清培養基。

13.如何選擇正確的血清種類？

14.可否使用與原先培養條件不同的血清種類？

不能。血清是細胞培養上一個極為重要的營養來源，所以血清的種類和品質對于細胞的生長會產生極大的影響。來自不同物種的血清，在一些物質或分子的量或內容物上都有所不同，血清使用錯誤常會造成細胞無法存活。

15.血清滅活是否必須？

一般情況下不建議。熱滅活是以 56℃，30 分鐘來處理已解凍的血清，因為此加熱步驟，可以使補體去活化，而補體所參與的反應有：溶細胞活性，平滑肌的收縮，肥大細胞和血小板組胺的釋放，增強吞噬作用，淋巴細胞、巨噬細胞的趨化和激活。

實驗顯示，經過正確處理的熱滅活血清，對大多數的細胞而言是不需要的。經此處理過的血清對細胞的生長只有微小的促進，或*沒有任何作用，甚至通常因為高溫處理影響了血清的質量，而造成細胞生長速率的降低。而經過熱處理的血清，沉淀物的形成會顯著的增多， 這些沉淀物在倒立顯微鏡下觀察，像是 "小黑點"，常常會讓研究者 誤以為是血清遭受污染，而把血清放在 37C 環境中，又會使此沉淀 物更增多，使研究者誤認為是微生物的分裂擴增。因此除了做免疫學相關實驗和培養一些特定細胞，如平滑肌細胞、胚胎干細胞等，不需要做熱滅活處理。

16.培養基中是否添加抗生素？

除特殊篩選系統中外，一般正常培養狀態下，培養基中不應添加任何抗生素。

17.何時更換培養基？

視細胞生長密度而定，或遵照細胞株基本數據上的更換時間，按時更換培養基即可。

細胞傳代

18.細胞傳代的方法都有哪些？

根據不同的細胞采取不同的方法。貼壁生長的細胞用消化法傳代；部分貼壁生長的細胞用直接吹打即可傳代；懸浮生長的細胞可以采用直接吹打或離心分離后傳代，或用自然沉降法吸除上清后，再吹打。

19.原代培養的傳代應注意的問題？

細胞沒有生長到足以覆蓋瓶底壁的大部分表面以前，不要急于傳代；原代培養時細胞多為混雜生長，不同的細胞有不同的消化時間，因此要根據需要注意觀察及時處理，并根據不同細胞對胰蛋白酶的耐受時間而分離和純化所需要的細胞；

吹打細胞時動作要輕巧盡可能減少對細胞的損傷；傳代時細胞接種數量要多一些，使細胞能盡快適應新環境而利于細胞生存和增值；隨消化分離而脫落的組織塊也可一并傳入新的培養瓶。

20.使用胰蛋白酶時加入EDTA的目的？應如何處理？

EDTA作用較胰蛋白酶緩和，主要作用在于能從組織生存環境中吸取Ca2+、Mg2+，這些離子是維持組織完整的重要因素。但EDTA單獨使用不能使細胞*分散，因而常與胰蛋白酶按不同比例混合使用，效果較好。常用比例為1：1或者2份EDTA：1份胰蛋白酶。EDTA的工作液濃度為0.02%，用不含Ca2+、Mg2+的BSS配置。如果使用EDTA，在終止消化前，需用緩沖液將消化液清除后才能加培養液。第一次開瓶后應立即少量分裝于無菌試管中，保存于 –20 ℃，避免反復冷凍解凍造成胰蛋白酶的活性降低，并可減少污染的機會。

21.欲將一般動物細胞離心下來，其離心速率應為多少轉速？

欲回收動物細胞，其離心速率一般為800~1000 rpm，5~10 分鐘，過高的轉速，將造成細胞死亡。

22.細胞的接種密度為何？

依照細胞株基本數據上的接種密度或稀釋分盤的比例接種即可。細胞數太少或稀釋的太多亦是造成細胞無法生長的重要原因之一。

23.細胞交叉污染的可能原因？

多種細胞系進行維持傳代操作時，各細胞系所需的器材和溶液沒有嚴格分開，往往會使一種細胞被另一種細胞污染。